Тезисы XVI Всероссийской конференции по ветеринарной анестезиологии, реанимации и интенсивной терапии

22-23 апреля 2021 г. Москва, отель «Милан»

 

Роль регионарной анестезии в ветеринарной анестезиологии.

Базовые аспекты

Часть 1

Pablo E. Otero, PhD, DVM
Professor of Anesthesiology and Pain Management Department Chairman of Department of Anesthesiology, Buenos Aires University, School of Veterinary Medicine

 

Блокада нервов

 

Введение

С момента их первого применения в конце 19-го века, местные анестетики приобрели популярность в качестве части анестезиологического протокола и при лечении боли. В настоящее время техники регионарной анестезии были успешно описаны и внедрены в практику лечения разных видов животных и в различных клинических ситуациях.

Местные анестетики обеспечивают прекращение подачи нервного импульса вдоль ствола нерва за счёт десенситизации иннервируемой области, приводя к облегчению боли. Новейшие местные анестетики имеют более длительную продолжительность действия, высокую селективность и меньшую токсичность в сравнении с ранее применявшимися препаратами. Глубокое знание препаратов, широко используемых для регионарной анестезии, анатомических точек их применения, а также вспомогательного оборудования, важно для выполнения блокады нервов. Способность анестезиолога выполнять блокаду центральных и периферических нервов позволяет применять техники регионарной анестезии в лечении хирургической и нехирургической боли. Регионарная анестезия может использоваться самостоятельно и как часть мультимодального протокола аналгезии.

 

Действия перед выполнением блокады нервов

Оценка общего состояния животного перед выполнением блокады периферического нерва должна выполняться по аналогии с преданестезиологическим осмотром и должна включать: физикальную оценку, выявление параллельно существующих заболеваний, выполнение стандартных анализов крови, дополнительную диагностику на основании индивидуальных особенностей пациента.

При возникновении осложнений, связанных с техникой выполнения или побочными эффектами препаратов, может потребоваться использование специального оборудования и лекарственных средств их коррекции. При выполнении блокады нервов нужно рассматривать инъекцию местного анестетика не как конечную точку процедуры, а как начальную стадию терапевтического воздействия. Поэтому анестезиолог должен обеспечить мониторинг пациента до, в период и после выполнения блокады.

Обращение с пациентом, которому выполнили блокаду, зависит от необходимости дальнейшей седации животного или проведения общей анестезии. Для седированных животных нужно соблюсти несколько важных правил:

• предварительно должен быть поставлен и хорошо зафиксирован внутривенный катетер;
• время развития эффекта местного анестетика нужно учитывать перед началом хирургического вмешательства. Для развития максимального положительного эффекта анестезии и аналгезии требуется достаточно времени;
• помещение, где выполняется процедура, должно быть тихим, требуется избегать резких движений;
• положение животного должно быть комфортным, требуется терморегуляторная поддержка;
• дополнительное освещение должно быть минимальным, свет должен фокусироваться на анатомической зоне планируемой блокады;
• пациенту можно использовать ушные вкладыши;
• если животное реагирует на хирургический стимул, блокада могла быть неуспешной и требуется применять системные аналгетики;
• если пациент возбуждён по причинам, не связанным с болью, возможно применение низких доз анестетиков с целью достижения потери сознания.

 

Мониторинг животного в состоянии анестезии

Мониторинг – ключ к любой безопасной анестезии. Детальная оценка анамнеза, физикальный осмотр, дополнительная инструментальная диагностика должны носить приоритетный характер перед индукцией общей анестезии. Минимальный объём мониторинга должен включать электрокардиографию, пульсоксиметрию, капнографию, оценку кровяного давления и температуры. Хотя современный мониторинг является неотъемлемой частью обеспечения безопасной анестезии, он не может заменить внимание анестезиолога, который должен находится в непосредственной близости от животного в анестезии и должен рутинным образом оценивать статус пациента. Мониторинг может быть начат до индукции, особенно у пациентов с высоким анестезиологическим риском, но всегда должен начинаться после проведения индукции анестезии. Анестезиологический протокол должен документировать все события анестезии до прихода пациента в сознание. При применении препаратов во время анестезии важно указывать время их использования, дозу и путь введения, а также в протокол должны вноситься все изменения в мониторируемых показателях. Препараты экстренной помощи должны быть всегда легко доступны для применения в случае развития осложнений. Персонал, имеющий опыт проведения сердечно-лёгочной реанимации, должен находиться поблизости от пациента в состоянии анестезии. Интралипид, применяемый для коррекции токсических эффектов местных анестетиков, должен быть доступен, если пациент получает местную анестезию при блокаде.

 

Местные анестетики

Большинство местных анестетиков являются третичными производными аминов и не растворимы в воде. Соответственно, они часто производятся в виде солей гидрохлорида, чтобы улучшить их водорастворимость. Различные местные анестетики отличаются растворимостью в липидах, pKa и степенью связывания с белками. Растворимость в липидах – основная характеристика эффективности местного анестетика. Высоко растворимый в липидах препарат более эффективен и соответственно обладает большим потенциалом к развитию системной токсичности. Степень связывания с белками определяет продолжительность эффекта. Препараты с большей аффинностью к протеинам останутся связанными с липопротеинами в блокируемом нерве на больший срок, тем самым создавая более длительный эффект (таблица 1-1). Наличие аминогруппы в химической структуре местного анестетика делает их слабыми основаниями. Они являются комбинацией ионизированного компонента (конъюгированная кислота) и неионизированной (свободной) формы. Значение pKa – это рН, при которой две формы (ионизированная и неионизированная) находятся в одинаковых количествах. Только неионизированная форма может проникать через оболочку нерва и мембрану аксона. Количество неионизированного препарата определяет время развития эффекта. Более того, фракция неионизированного препарата зависит от рН зоны, в которую вводится препарат. Местные анестетики с низким рКа имеют более быстрый период развития эффекта.

 

Влияние рН на фармакокинетику местных анестетиков

Захват местных анестетиков клетками во многом зависит от рН среды, в которую вводится препарат. Наиболее широко применяемые препараты создаются в виде кислот, с рН между 4 и 6. Это усиливает их химическую стабильность. Однако, в кислотной среде процент ионизированной фракции повышается, таким образом удлиняя время до развития эффекта. Этот феномен усиливается при добавлении к раствору эпинефрина, который потенцирует кислотность среды.

В кислотной среде, такой, как при воспалении и инфицировании тканей, эффективность применяемых местных анестетиков снижается по причине снижения процента неионизированной фракции и последующего снижения интраневрального захвата. Закисление зоны инъекции на фоне длительного лечения местными анестетиками также может снижать эффективность повторных доз этих препаратов. По этой причине длительное применение местных анестетиков, как при использовании эпидуральных или раневых катетеров, может требовать прогрессивного увеличения концентрации препарата или его объёма для достижения плато клинического эффекта.

 

Таблица 1-1. Сроки развития и продолжительность эффектов местных анестетиков.

Препарат	Время до эффекта (мин)	Продолжительность смешанного блока (часы)	Продолжительность блокады чувствительности (часы)
Лидокаин 2%	10-20	1-2	3-8
Мепивакаин 1.5%	10-20	2-3	3-5
Бупивакаин 0.5%	15-30	5-8	6-18
Ропивакаин 0.5%	15-30	4-8	5-12
Ропивакаин 0.75%	10-15	5-10	6-24

 

КЛЮЧЕВЫЕ АСПЕКТЫ

Если местные анестетики смешиваются, рН финального раствора меняется. Соответственно, эффективность каждого из компонентов меняется ввиду изменений в равновесии между ионизированной и неионизированной формами. По этой причине не рекомендуется комбинировать местные анестетики в одном шприце, поскольку скорость развития эффекта и его продолжительность будут не предсказуемы, также возможно усиление токсичности.

 

КОММЕНТАРИЙ

Фармакокинетика местных анестетиков меняется у беременных животных ввиду разницы рН матери и плода. рН плода более кислая, этот эффект более выражен при дистрессе. Может возникать ионный захват местного анестетика, и плод становится более подвержен к высоким концентрациям препарата, чем мать, опять-таки ввиду смещения между фракцией ионизированной и неионизированной части местного анестетика. Это имеет клиническое значение при выполнении кесарева сечения, особенно при депрессии плода (-ов), когда аккумуляция местного анестетика может приводить к депрессии нервной и сердечной деятельности и снижать жизнеспособность плода. Чем ближе рКа препарата к рН плазмы, тем меньше возникает ионного захвата. Концентрационное соотношение мать/плод для лидокаина составляет от 0.5 до 0.7 и 0.3-0.4 для бупивакаина.

 

Механизм действия местных анестетиков

Местные анестетики вызывают обратимое прекращение передачи нервного импульса. Нервный импульс состоит из фазы деполяризации и последующей фазы реполяризации, в течение которой электрический градиент мембраны нерва меняется ввиду взаимодействия натриевых и калиевых каналов.

Местные анестетики блокируют генерацию и прохождение нервного импульса, взаимодействуя с натриевыми каналами и блокируя поток натрия внутрь клетки. Для развития их эффекта местные анестетики должны проникнуть через мембрану аксона в виде липидорастворимой, неионизированной формы. Как только местный анестетик оказывается в клетке, он ионизируется и конвертируется в активную форму, которая взаимодействует с гидрофильным сегментом натриевого канала, располагающегося на поре канала на его внутриклеточной части.

 

КОММЕНТАРИЙ

Стимуляция нервных волокон открывает натриевые каналы и увеличивает аффинность местного анестетика с рецептором. Натриевые каналы существуют в трёх конформационных состояниях: закрытые, открытые и неактивные. Для того, чтобы ионизированный препарат связался с рецептором, рецептор должен быть открытым. Поэтому стимуляция нервного волокна увеличивает вероятность достижения препаратом его цели. Этот феномен называется “use-dependent block”.

 

Дифференционный блок

Эпиневрий – это оболочка, которая окружает несколько нервных пучков в одном смешанном нерве. Каждый из нервных пучков окружён периневрием, и сосуды, которые питают нерв, проходят вдоль этих пучков.

Специфические гистологические характеристики различных типов нервных волокон (таблица 1-2) определяют выраженность ответа на дифференционный блок при введении местного анестетика.

Маленькие миелиновые аксоны Aγ (моторный) и Aδ (чувствительный) волокон являются наиболее чувствительными к влиянию местных анестетиков. За ними следуют более крупные Aα (моторные) и Aβ (тактильные, давление) волокна, тогда как менее чувствительными являются безмиелиновые С (медленной боли) волокна. Миелин – липидный слой, который изолирует нервные волокна от соединительной ткани, за исключением перехватов Ранвье (RN), которые являются промежутками в миелиновой оболочке и позволяют местным анестетикам диффундировать внутрь аксона.

Натриевые каналы локализуются преимущественно на перехватах Ранвье внутри миелиновых волокон, тогда как в безмиелиновых волокнах они распределяются по всей длине аксона. По меньшей мере три перехвата Ранвье должны быть блокированы в миелиновом волокне, чтобы достичь по меньшей мере 84% прекращения работы натриевых каналов. Поскольку расстояние между перехватами Ранвье пропорционально размеру волокна, то волокна меньшего диаметра будут блокироваться быстрее меньшим объёмом и/или концентрацией местного анестетика по сравнению с волокнами большего диаметра. Это имеет клиническое значение, поскольку блокада чувствительных волокон может быть достигнута с меньшим или с отсутствием моторного нарушения. Бупивакаин и ропивакаин – прекрасные препараты для селективной блокады нервов.

 

Таблица 1-2. Классификация и характеристики нервных волокон

Электрофизиологическая классификация	Гистологическая классификация	Диаметр (µm)	Скорость передачи (ms-1)	Функция
Aα	Ia Ib	12 — 21	40 — 120	Проприоре-цепция, кинестезия
Aβ	II	6 — 11	25 — 39	Прикосновение, давление, проприорецеп-ция
Aγ	III	1 — 4	5 — 25	Тонус мышц
Aδ		1 — 5	4 — 24	Ноцицепция, холод, прикос-новение
B			3 — 16	Преганглио-нарные волокна
C	IV	0.25 — 0.9	< 2.5	Ноцицепция, температура, прикосновение, постганглионар-ные симпатические волокна.

 

Использование местных анестетиков в ветеринарной практике лечения мелких домашних животных

 

Лидокаин

Лидокаин – один из наиболее широко используемых местных анестетиков. Он доступен в виде множества лекарственных форм, один или в комбинации с эпинефрином в концентрациях 1 и 2%, в виде 2% геля, 10% спрея и эвтектической смеси с прилокаином для топической анестезии. Лидокаин может применяться для топической или инфильтрационной анестезии, для внутривенной регионарной анестезии и для блокады центральных и периферических нервов. Он также может применяться в виде внутривенной инфузии с постоянной скоростью ввиду наличия у него антиаритмических и анальгетических свойств.

Лидокаин имеет короткий период развития эффекта. Являясь липорастворимым веществом, он легко проникает в нервные волокна. Продолжительность его эффекта варьирует от 40 до 60 минут. Добавление вазоконстриктора, такого как эпинефрин, замедляет абсорбцию препарата, продлевая его эффект до 90-120 минут. Лидокаин метаболизируется преимущественно в печени.

 

КЛЮЧЕВОЙ АСПЕКТ

Максимальная рекомендуемая доза лидокаина 6 мг/кг у собак и 3 мг/кг у кошек. Доза, вызывающая судороги, у собак 22 ± 6.7 мг/кг (быстро в/в ) и 11.7 ± 4.6 мг/кг (быстро в/в) у кошек.

 

КЛЮЧЕВОЙ АСПЕКТ

Лидокаин – единственный местный анестетик, который может применяться для внутривенной регионарной анестезии. Ввиду их потенциальной кардиотоксичности, местные анестетики, кроме лидокаина, никогда не должны применяться внутривенно.

 

Бупивакаин

Бупивакаин – эквимолярная рацемическая смесь R (+) и S (-) энантиомеров. Он доступен в флаконах и полипропиленовых ампулах в концентрациях 0.25%, 0.5% и 0.75% вещества или в комбинации с эпинефрином, а также в виде 0.5% гипербарического, не содержащего консерванты, раствора для субарахноидальной анестезии. Его можно использовать для инфильтрации, нейроаксиального введения или интраперитонеально. В противоположность лидокаину, топическое нанесение бупивакаина неэффективно и не может применяться для внутривенной регионарной анестезии ввиду кардиотоксичности препарата.

 

КЛЮЧЕВОЙ АСПЕКТ

Максимально рекомендованная доза 2 мг/кг у собак и кошек. Доза 5 ± 2.2 мг/кг (быстро в/в) у собак и 3.8 ± 1 мг/кг (быстро в/в) у кошек может вызывать судороги.

 

Левобупивакаин

Левобупивакаин – S-энантиомер бупивакаина. Он доступен в полипропиленовых ампулах в виде 0.25%, 0.5% и 0.75% изотонического раствора. Его используют так же, как и бупивакаин. Левобупивакаин обладает меньшей кардиотоксичностью, чем бупивакаин, но он всё равно противопоказан для в/в регионарной анестезии.

 

Ропивакаин

Ропивакаин доступен в 10 и 20 мл полипропиленовых ампулах в виде 0.2%, 0.5% и 0.75% раствора, а также 100 и 200 мл полипропиленовых мешках в концентрации 0,2% раствора без адъювантов.  Он используется для местной инфильтрации, нейроаксиальной анестезии и блокады периферических нервов. Топическая анестезия ропивакаином неэффективна, он не подходит для внутривенной регионарной анестезии.

 

КЛЮЧЕВОЙ АСПЕКТ

Максимально рекомендованная доза у собак — 3 мг/кг и 2 мг/кг у кошек.

 

Мепивакаин

Мепивакаин доступен в виде изотонического раствора в 1 и 2% концентрациях и гипербарического 4% раствора без консервантов. Может быть использован для инфильтративной и нейроаксиальной анестезии, блокады периферических нервов. Топическая анестезия мепивакаином неэффективна. В сравнении с лидокаином, мепивакаин обладает меньшим раздражающих эффектом и имеет более широкий терапевтический индекс.

 

КЛЮЧЕВОЙ АСПЕКТ

Максимальная рекомендуемая доза у собак – 6 мг/кг и 3 мг/кг – у кошек. Доза, способная вызвать судороги, — 29 мг/кг.

 

ВАЖНО

Для нейроаксиальной анестезии должны применяться только растворы местных анестетиков без консервантов.

 

Адъюванты

 

Дексмедетомедин

Дексмедетомедин доступен в виде 100 и 500 µg/mL раствора. Он может применяться как адъювант при блокаде периферических нервов в дозе 1 µg на мл раствора местного анестетика, что, как сообщается, удлиняет продолжительность блокады нерва.

 

Натрия бикарбонат

Добавление натрия бикарбоната к местному анестетику защелачивает раствор, таким образом увеличивая количество диффундируемой, неионизированной формы препарата. Это позволяет ускорить развитие эффекта и интенсивность блокады. Добавление бикарбоната натрия также снижает боль, вызванную инъекцией кислого раствора. Рекомендуемый объём бикарбоната, добавляемый для защелачивания местного анестетика, указан в таблице 1-3. Вкратце,

• 1 mEq на 10 мл лидокаина.
• 5 mEq на 10 мл мепивакаина.
• 1 mEq на10 мл бупивакаина.

 

Таблица 1-3. pH местных анестетиков до и после добавления бикарбоната (NaHCO₃).

Местный анестетик	pH без NaHCO3 *	pH с NaHCO3 *	mEq добавленного NaHCO3
Лидокаин 1%	6.38 (0.02)	7.64 (0.04)	1 mEq 10 mL-1
Лидокаин1% + эпи	3.68 (0.50)	7.32 (0.05)	1 mEq 10 mL-1
Лидокаин 2%	5.49 (0.01)	7.12 (0.05)	1 mEq 10 mL-1
Лидокаин 2% + эпи	3.62 (0.08)	6.33 (0.03)	1 mEq 10 mL-1
Бупивакаин 0.5%	5.16 (0.01)	7.02 (0.02)	0.1 mEq 10 mL-1
Бупивакаин 0.5% + эпи	3.39 (0.02)	5.85 (0.05) ‡	0.1 mEq 10 mL-1
Бупивакаин 0.25% + эпи	3.96 (0.02)	7.16 (0.04)	0.1 mEq 10 mL-1
Ропивакаин 0.2%	5.28 (0.01)	7.03 (0.02) ‡	0.05 mEq 10 mL-1
Левобупивакаин 0.5%	5.26 (0.01)	6.30 (0.05) ‡	0.05 mEq 10 mL-1

* медиана (стандартная ошибка)

‡ развитие преципитата.

Эпинефрин

Добавление эпинефрина в дозе 2.5 — 5 µg/mL (от 1:200,000 до 1:400,000, соответственно) позволяет отсрочить абсорбцию местного анестетика и увеличить продолжительность блокады. Однако, растворы местного анестетика, содержащие эпинефрин, противопоказаны при блокаде нервов конечностей или внутривенной регионарной анестезии ввиду риска развития локальной ишемии. Эпинефрин может также применяться для обнаружения случайного внутривенно введения анестетика, что будет выражаться во внезапном и выраженном повышении кровяного давления после введения небольшого объёма раствора.

Токсичность местных анестетиков

Развитие токсических проявлений применения местных анестетиков может возникать из-за их передозировки или непреднамеренного внутривенного введения. Правильное лечение этих потенциально жизнеугрожающих осложнений требует раннего обнаружения, установления терапевтических целей и быстрого реагирования. Системная токсичность местных анестетиков чаще всего затрагивает нервную и сердечно-сосудистую системы. Признаками нейротоксичности могут быть нарушение сознания, тремор и судороги. При отсутствии лечения токсичность может приводить к потере сознания, коме и гибели. Кардиоваскулярные побочные эффекты включают в себя гипотензию, снижение сократимости миокарда, аритмии и асистолию. Ввиду их химического строения местные анестетики могут запускать реакции гиперчувствительности у ранее сенситизированных животных, что может приводить к образованию метгемоглобина, что чаще встречается у кошек.

КЛЮЧЕВЫЕ АСПЕКТЫ

Препараты, применяемые при развитии токсичности от применения местных анестетиков:

• Атропин
• Эпинефрин
• Норэпинефрин
• Фенилэфрин
• Бензодиазепины (мидозалам, диазепам)
• 1% метиленовый синий
• 20% эмульсия липидов

Клинические признаки

• Нистагм
• Нарушение сознания
• Тремор
• Судороги
• Нарушения на ЭКГ могут включать: нарушение продолжительности комплекса QRS, брадикардию, преждевременные сокращения желудочков, фибрилляцию желудочков

КЛЮЧЕВОЙ АСПЕКТ

Все местные анестетики кардиотоксичны, но более липорастворимые и обладающие большей продолжительностью действия обладают более высоким потенциалом к провокации жизнеугрожающих аритмий.

Превентивные меры

• Мониторинг пациента до, после и во время введения местного анестетика.
  • Оценка ЭКГ, кровяного давления, SpO₂ и капнография.
• Расчёт финальной дозы с учётом идеального веса. Будьте осторожны и не передозируйте препарат, исходите из порога видовой токсичности.
• Не применяйте препарат в дозе большей, чем рекомендуется. У гериатрических и педиатрических пациентов, пациентов с гипотермией и с кардиопатологиями используйте меньшие дозы,
• Перед каждым введением иглы проводите аспирацию, избегая попадания в кровеносный сосуд.
• Прекратите введение препарата при выявлении признаков боли.
• Всегда будьте готовы к экстренной ситуации. Препараты экстренной помощи должны быть всегда доступны и рассчитаны заранее. Должен быть в доступности интралипид.
• В случае остановки сердца и дыхания незамедлительно начинайте базовую поддержку жизненных функций согласно рекомендациям.
• Для профилактики кардиотоксичности рассмотрите возможность раннего внутривенного применения 20% интарлипида.

Лечение

• Интубируйте трахею и начните вентиляцию с положительным давлением
• Применяйте 100% кислород
• Используйте 20% липидную эмульсию
  • Начальная доза 1 мг/кг каждые 5 минут
  • CRI: 0.25 mL/kg/min
• При развитии судорог:
  • Мидозалам 0.2 mg/kg в/в
  • Диазепам 0.25 — 0.5 mg/kg в/в
• Проводите внутривенную инфузионную терапию
• При развитии вазодилатации рассмотрите возможность применения:
  • Фенилэфрин1 — 1 µg/kg/min
  • Норэпинефрин 1 — 0.5 µg/kg/min
• При сниженной сократимости миокарда используйте инотропы:
  • Добутамин 2-10 µg/kg/min
  • Допамин 2 — 10 µg/kg/min
• При брадикардии используйте антихолинергетики:
  • Атропин 0.02 — 0.04 mg/kg в/в
  • Гликопирролат 0.005 — 0.01 mg/kg в/в
• При желудочковых аритмиях применяйте:
  • Амиодарон 5 mg/kg в/в и повторите 2.5 mg/kg каждые 3-5 минут
  • Применение лидакина для лечения желудочковых аритмий, ввиду его высокой токсичности, противопоказано
• При асистолии и потере пульсовой электрической активности начинайте реанимацию:
  • Незамедлительно начинайте массаж сердца с нажатием на грудную клетку 100-120 раз в минуту
  • Сжимайте до ½-1/3 ширины грудной клетки
  • Давайте грудной клетке полностью расправиться после сжатия
  • Выполните два полных цикла непрямого массажа и смените «руки» с минимальным промедлением между
  • Используйте эпинефрин в дозе в 10 раз меньшей, чем рекомендуется, например, 1 мкг/кг в/в
  • Применение вазопрессина было ассоциировано с развитием легочного кровотечения у крыс, поэтому он не рекомендован для лечения токсичности, вызванной местными анестетиками
  • Применение атропина в дозе 0.02-0.04 mg/kg в/в может быть рассмотрено через один цикл непрямого массажа сердца
• В случае дебрилляции желудочков (VF) или беспульсовой желудочковой тахикардии (PVT):
  • Применяйте бифазный дефибриллятор (2-6 J/kg)
  • Существует 2 ишемические фазы после развития VF или PVT
    1. Электрическая фаза (< 2 мин): начинайте дефибрилляцию (до момента готовности дефибриллятора выполняйте сжатия грудной клетки)
    2. Циркуляторная фаза (4-6 мин): обратимые ишемические нарушения. Выполните 2 цикла массажа и затем дефибрилляцию.

• Метаболическая фаза (> 6 мин): потенциально необратимое повреждение, дополнительная терапия (гипотермия, сердечный bypass) может увеличить выживаемость

1. Используйте одну дефибрилляцию, затем 2-минутный цикл массажа. При необходимости повторной дефибрилляции каждый раз увеличивайте дозу J/kg на 50%.

• При длительной фибрилляции желудочков используйте эпинефрин (1 мкг/кг) каждый второй цикл и возможно амиодарон (2-5 мг/кг в/в).

• При метагемоглобинемии применяйте:
  • Метиленовый синий 1 mg/kg в/в/
• Следует избегать применения следующих препаратов:
  • Лидокаин
  • Блокаторы кальциевых каналов
  • Бретилий
  • Фенитоин
  • Вазопрессин

Рисунок 1: Пошаговые действия при развитии токсичности местных анестетиков (LA).

 

Роль регионарной анестезии в ветеринарии. Как и когда выполнять блокаду нервов

Часть II

 

Pablo E. Otero, PhD, DVM
Professor of Anesthesiology and Pain Management Department Chairman of Department of Anesthesiology, Buenos Aires University, School of Veterinary Medicine

 

Техники обнаружения нервов

 

Обнаружение периферических нервов

Обнаружение непосредственной локализации периферического нерва представляет собой одну из самых больших сложностей в регионарной анестезии. Существует несколько техник, позволяющих локализовать нерв, но наиболее часто применяемыми методами является нервная стимуляция (НС) и ультразвук (УЗ). Техника с применением нервной стимуляции состоит из аппликации электрического тока в область расположения смешанного нерва, которые вызывает сокращение специфической мышцы. УЗ позволяет обнаружить соотносящиеся с нервом анатомические точки или же сам нерв.

Электрическая нервная стимуляция: стимулятор нервов

Применение электрического тока на зону периферического нерва вызывает деполяризацию нервных клеток и генерацию потенциала действия. Если электрическое воздействие происходит на афферентные волокна, стимул будет достигать спинного мозга. Однако, при стимуляции эфферентных волокон, будет провоцироваться моторный ответ иннервируемой мышцы. На основании полученного ответа можно выявить локализацию конкретного нерва за счёт специфического сокращения мышцы. Эта процедура называется электрическая локализация нерва (electrical nerve localization), она была внедрена в клиническую практику с целью точного определения локализации периферических нервов и снижения степени субъективности при использовании «слепого» метода.

 

КЛЮЧЕВОЙ АСПЕКТ

Использование НС не исключает возможности внутрисосудистой инъекции или повреждения нерва.

 

Волокна периферического нерва

Волокна периферического нерва могут быть классифицированы на основании их диаметра, функции, скорости передачи импульса и степени миелинизации (таблица 2-1). Стимульный порог периферического нерва определяется реобазой и хронаксией. Реобаза – минимальная интенсивность продолжающегося электрического тока неопределённой продолжительности, которая необходима для стимуляции нерва. Продолжительность стимуляции, необходимая для возбуждения нерва, с интенсивностью в два раза больше реобазы, называется хронаксия. Хронаксия – индекс возбудимости нервного волокна. Волокна большего диаметра имеют меньшую хронаксию в сравнении с волокнами меньшего размера. Поэтому электрические токи продолжительностью ≤ 0.15 ms могут деполяризовать моторные волокна, тогда как токи с продолжительностью ≥0.3 ms нужны для стимуляции сенсорных волокон. По этой причине применение тока продолжительностью ≤ 0.15 ms к смешанному нерву приводит к деполяризации моторных волокон и не затрагивает сенсорные, что предотвращает развитие боли при нервной стимуляции.

 

Стимулятор периферических нервов

Нервный стимулятор генерирует монофазный, прямоугольный импульс через датчик, который также является инъекционной иглой (рис. 2-2). Интенсивность импульса не должна быть нарушена импендансом различной степени выраженности в периферических тканях (рис. 2-2).

 

Рисунок 2-2. Стимулятор периферических нервов BBraun Stimuplex HNS 12 (B.Braun, Melsungen, Германия). Электрический стимулирующий импульс генерируется стимулятором периферических нервов.

Интенсивность генерируемого импульса поддерживается согласно закону Ома, который утверждает, что I = V / R, I – интенсивность стимулирующего импульса в миллиамперах (mA), V (вольтаж) – дифференциальный потенциал в милливольтах между двумя концами НС, и R – сопротивление электрическому импульсу, образуемому тканями. Сопротивление также определяется электрическим импедансом и измеряется в омах. Поскольку R может изменяться по мере продвижения иглы через различные типы тканей, НС должен подстраивать вольтаж автоматически, с целью поддержания постоянной интенсивности поступающего импульса. Хороший нервный стимулятор должен в идеальных условиях обладать вышеописанным свойством, и это нужно учитывать при приобретении аппарата. НС соединяется с кожей пациента через положительный полюс (анод) и со стимулирующей иглой через негативный полюс (катод) (рис. 2-4). Стимулирующая игла состоит из полностью изолированного материала, за исключением маленькой части кончика. При замыкании электрического контура, то есть, когда игла контактирует с кожей, электрический поток идёт из катода в конец иглы к аноду через ткани и нервы. Минимальная интенсивность импульса, требуемая для деполяризации специфического периферического нерва, зависит от расстояния между кончиком иглы и нервом. Чем меньше расстояние между ними, тем меньше минимальная интенсивность, требуемая для получения моторного ответа.

Стимулирующий импульс может быть трансформирован следующим образом (рис. 2-3):

• Интенсивность (0.3 to 2 mA): интенсивность, требуемая для стимуляции нерва, уменьшается по мере приближения кончика иглы к нерву.
• Продолжительность (0.1 — 0.3 ms): продолжительность в 0.1- 0.2 ms рекомендуется для минимизации стимуляции сенсорных волокон.
• Частота (1-2 Hz): наиболее часто используемая частота составляет 2 Hz. Частота 1 Hz рекомендуется при проведении УЗ-контролируемой блокады или у животных с нестабильными переломами с целью минимизации движения тканей.

 

КЛЮЧЕВОЙ АСПЕКТ

Если желаемая мышца отвечает на стимуляцию импульсом в ≤ 0.3 mA, то, возможно, кончик иглы находится внутри нерва, поэтому его положение нужно изменить, удалив его из нерва.

 

Рисунок 2-4. Стимулятор нервов и электроды: анод (красный) и катод (черный).

 

Иглы для стимуляции периферических нервов

Стимулирующие иглы также называются «униполярные» или «изолирующие иглы». Они выполняют две функции: электрода и инъекционного устройства. За исключением кончика иглы они полностью изолированы от электрического импульса (рис. 2-5) для того, чтобы стимуляция нерва возникала только тогда, когда кончик иглы находится в непосредственной близости от желаемого нерва, в противоположность вторичной стимуляции из-за близости к длиннику иглы.

 

КОММЕНТАРИЙ

Скос иглы может быть угловым, например, 15º или 30º, или иметь тупой кончик. Авторы рекомендуют применение игл с углом скоса в 30º, поскольку он с меньшей вероятностью приведёт к травме тканей, особенно нейроваскулярных структур. Наиболее часто в ветеринарии мелких животных используют изолированные иглы 21G длиной от 2.5 до 10 см. Подходящая длина иглы определяется глубиной положения нерва и размером животного.

Изолированные иглы имеют кабель, соединяющий их со стимулятором нервов и дополнительный удлинитель, который позволяет вводить инъекционный раствор (рис. 2-5). Эхогенные изолированные иглы доступны для применения в техниках с УЗ-контролем.

 

Практическое применение стимулятора нервов

НС может использоваться как самостоятельно, так и в комбинации с УЗ, что обеспечивает более точное выполнение блокады.

 

Рисунок 2-5. Изолированная игла, используемая для стимуляции нервов. Обратите внимание на адаптер с блоком Luer, соединяющийся со шприцом и кабель катода, соединяющийся с СН.

 

Техники с применением стимулятора нервов

• Выполните укладку животного в подходящем положении и асептически подготовьте кожу в зоне блокады.
• Определите подходящие точки ориентира. Вы должны знать, какой мышечный ответ должен появляться при стимуляции выбранного вами нерва.
• Прикрепите положительный конец (анод) к коже с применением одноразового ЭКГ-электрода или клипсы (рис. 2-7). Если используется клипса, обеспечьте адекватный контакт, смочив кожу небольшим количеством спирта или электролитного геля или прибинтовав электрод к поверхности.
• Используйте стерильные перчатки при выполнении блокад, особенно если они выполняются в зоне последующего хирургического вмешательства.
• Присоедините шприц к удлинителю и наполните его инъекционным раствором во избежание попадания воздуха.
• Установите на стимуляторе нервов:
  • Продолжительность: 0.1 ms
  • Частота: 2 Hz (1 Hz для животных с нестабильными переломами)
  • Интенсивность: 1.5 mA для глубоко локализованных нервов (более 5 cm) и 1 mA для поверхностных нервов.
• Проверьте целостность электрического
  • Когда кончик иглы касается кожи, электрический контур должен замыкаться таким образом, чтобы нервный стимулятор обеспечивал импульс. Часто это выражается в изменении звука стимулятора или же изображения на его экране.
• Направляйте иглу к нерву согласно анатомическим ориентирам до появления желаемого мышечного ответа.
  • Продвигайте иглу медленно и осторожно, так, чтобы минимизировать вероятность нейроваскулярного повреждения.
• Если появляется мышечный ответ при импульсе от 0.3 до 0.5 mA, значит кончик иглы достаточно близко находится от нерва.
• Перед инъекцией препарата убедитесь, что:
  • Отсутствие мышечного ответа при импульсе <0.3 mA. Если мышечный ответ наблюдается, иглу нужно немного потянуть на себя до прекращения появления мышечного сокращения.
  • Нужно выполнять перед инъекцией аспирации с целью исключить нахождения иглы в просвете кровеносного сосуда. Если в удлинителе появляется кровь, то нужно потянуть иглу и поменять её положение.

 

Рисунок 2-7. Положение положительного электрода на грудной конечности собаки. Слева: адгезивный электрод, справа: клипса «крокодильчик».

 

КЛЮЧЕВОЙ АСПЕКТ

Отсутствие моторного ответа на электрический импульс ³ 1 mA не исключает возможность того, что кончик иглы находится в толще нерва. Однако, наличие мышечного ответа при импульсе интенсивностью < 0.3 mA свидетельствует о том, что кончик иглы находится внутри нерва (между фасциями).

• Аспирируйте перед введением вещества, чтобы убедиться, что кончик иглы не в просвете сосуда.
• Вводите необходимый объём препарата,
  • Инъекция должна быть незамедлительно прекращена, если обнаруживается сопротивление, и иголка должна быть репозиционирована. Сильное сопротивление инъекции может свидетельствовать о интраневральном положении иглы, что может привести к ятрогенной нейропраксии. Существуют специальные устройства, позволяющие измерить давление во время инъекции и могут позволить избежать интраневральных введений.

 

КОММЕНТАРИЙ

Наличие пузырька воздуха между поршнем шприца и инъекционным раствором может помочь определить положение кончика иглы. Если размер пузырька воздуха уменьшается на ³ 50% вовремя инъекции, это значит, что инъекционное давление чрезмерно и кончик иглы может находиться в толще нерва. Введение инъекционного препарата должно быть немедленно прекращено и положение кончика иглы должно быть изменено перед введением оставшейся дозы раствора.

• Получаемый мышечный ответ должен уменьшаться по мере введения анестетика. Инъекционный анестетик изменяет электрический импульс за счёт предотвращения деполяризации нерва.
• Осторожно вводите необходимый объём.
  • Инъекция не должна провоцировать ноцицептивный ответ, то есть повышать частоту сердечных сокращений, дыхания и/или артериальное давление. Если эти признаки возникают, измените положение иглы до завершения инъекции.
• Как только блокада выполнена, пациент должен быть подвергнут пристальному мониторингу с целью выявления каких-либо побочных эффектов.

 

КЛЮЧЕВОЙ АСПЕКТ

Непосредственная электрическая стимуляция мышечных волокон будет стимулировать неспецифическое движение. Это будет происходить чаще при применении тока высокой интенсивности (>1 mA) и должно быть отдифференцировано от стимуляции нерва путём обнаружения сокращения специфической мышцы.

 

Комбинированная техника: стимуляция нерва и ультразвук

• Выполните укладку животного и асептически подготовьте кожу в зоне, где вы планируете устанавливать УЗ-датчик и выполнять инъекцию
• Прикрепите положительный конец (анод) к коже с помощью ЭКГ-патча или клипсы (рисунок 2-5).
• При выполнении любой блокады рекомендуется использовать стерильные перчатки.
• Присоедините к шприцу удлинитель и наполните его заранее инъекционным раствором для предотвращения введения воздуха в ткани.
• Выберете адекватную точку укола в зависимости от особенностей выполнений конкретной блокады и внедрите иглу под визуальным контролем УЗ.
• Как только пунктируете кожу, установите на стимуляторе:
  • Продолжительность: 0.1 ms.
  • Частота: 1 Hz, для уменьшения количества вызываемых мышечных сокращений.
  • Интенсивность: 0.3 mA.
• Проверьте целостность электрического контура, то есть он должен быть замкнут

 

• По мере того, как иголка продвигается ближе к нерву, должно появляться сокращение специфической мышцы. При продвижении иглы интенсивность импульса может быть снижена до 0 mA для того, чтобы избежать нежелательных движений конечностью, которые могут нарушать качество ультразвукового изображения.

 

• Как только кончик иглы касается эпиневрия, интенсивность импульса должна быть постепенно увеличена для того, чтобы вызвать мышечный ответ. Важно отметить, что в некоторых случаях ожидаемый мышечный ответ может не стимулироваться, даже несмотря на правильное положение иглы в непосредственной близости от нерва или при даче тока высокой интенсивности (>1 mA). Когда такое возникает, если кончик иглы находится в правильном положений согласно УЗИ, инъекция всё равно выполняется при отсутствии мышечного сокращения. Попытка изменить положение иглы с целью получить сокращение желаемой мышцы не рекомендуется, если УЗ подтверждает правильное положение кончика иглы.

 

• Присутствие мышечного ответа при токе £3 mA свидетельствует о интраневральном положении иглы. Если это возникает, то игла должна быть осторожно смещена на себя до прекращения мышечного сокращения. Задача заключается в получении мышечного ответа при токе между 0.3 и 0.5 mA, но при негативном мышечном ответе с током интенсивностью £0.3 mA.
• Аспирируйте для подтверждения экстраваскулярного положения кончика иглы.
• Медленно вводите подсчитанный объём анестетика с целью распределения его вокруг желаемого нерва (рис. 2-10).

 

Рисунок 2-10. УЗ-картина периферического нерва, окруженного местным анестетиком.

 

Ультрасонографические изображения

Для выполнения УЗ-контролируемых блокад нервов требуется умение базового пользования УЗ-аппаратом и датчиком.

Для получения адекватного УЗ-изображение требуется знание базовых аспектов.

 

Датчики

Тип датчика определяет особенности получаемого акустического окна. Датчики классифицируются по их форме и частоте испускаемого пучка.

 

Форма

• Линейные датчики
  • Имеют прямоугольную форму и плоскую поверхность. Они испускают высоко частотный пучок от 6 до18 MHz. Доступны в трёх размерах (20, 35 и 40 mm).
  • Используют для блокады большинства периферических нервов.
• Конвексные датчики
  • Имеют выпуклую форму и криволинейные сигнал, которые лучше подходит для получения широких, панорамных изображений. Доступны микро- и макроконвексные датчики, работающие на низких частотах, между 2 и 8 MHz.
  • Их лучше использовать, если оцениваемая структура находится на глубине более 5 см, например, паравертебральное пространство или спинномозговой канал у крупных собак.

 

Частота

• Частота определяет глубину и разрешение получаемого изображения.
• Как правило, датчики с большей частотой обладают меньшей проникающей способностью и дают лучшее разрешение изображения
  • Линейные датчики работают на высоких частотах, что позволяет генерировать изображения более высокого разрешения. Датчик с частотой ³ 10 MHz позволяет получить изображение хорошего качества от объекта на глубине 2-3 см. Аналогичным образом, разрешение изображение уменьшается по мере более глубокого нахождения объекта.
  • Конвексные датчики работают при низких частотах; поэтому с их помощью получают изображения низкого разрешения. При применении частот 5-8 MHz объект может быть обнаружен на глубине 4-10 см. Для более глубоко расположенных объектов получается более узкое изображение с низким разрешением.

 

КЛЮЧЕВОЙ АСПЕКТ

Для того, чтобы получить изображение высокого качества, требуется адекватный контакт между датчиком и кожей с использованием нейтрального гидрофильного геля или спирта.

 

 Мощность

• Определяется как амплификация сигнала, который возвращается в датчик, который в свою очередь оптимизирует полученное изображение так, что искомые структуры могли быть легко определены.
• Он регулирует яркость и контрастность получаемого сигнала для модификации баланса белого и черного.
• Корректировка мощности не меняет относительную контрастность изображения, которая зависит от абсолютной и относительной эхогенности сканируемых структур.
• Некоторые устройства могут автоматически корректировать мощность, улучшая распознавание структур, расположенных на различной глубине.

Глубина

• Корректировка глубины позволяет сканировать большую площадь, что может включать структуры вокруг нервов, например, кровеносные сосуды, целостность которых нужно сохранять при выполнении блокад.
• Целью является сохранение расположения искомой зоны в центре изображения на экране.

 

Фокус

• Корректировка фокуса позволит улучшить качество получаемого изображения.
• Фокус должен располагаться внизу справа от интересуемой области сканирования.

 

Идентификация анатомических структур: как оптимизировать УЗ-контролируемый подход

Необходимо обладать детальным знанием анатомии перед тем, как выполнять УЗ-сканирование интересующей вас зоны. Положение ультразвукового датчика может меняться: поворачиваться, наклоняться, углубляться или направляться по касательной, чтобы визуализировать анатомические структуры и окружающие их ткани.

Перед началом сканирования УЗ-датчик нужно расположить так, чтобы поднятая выемка или указатель датчика имел такое же положение, что и пациент. Это положение должно соотноситься с символом в левом верхнем углу изображения на экране. Это позволяет избежать наблюдения за движением иглы на экране в зеркальном изображении. Также нужно учитывать, что УЗ-изображение конвертируется из трёхмерного в двухмерное. УЗ-изображение имеет длинную ось с продольным изображением структур и короткую ось с поперечным сканированием.

Датчик направляется согласно с положением оцениваемой анатомической плоскости, например, сагиттально, парасагиттально, поперечно и далее устанавливается в положении, позволяющем максимально визуализировать необходимую для оценки структуру.

 

 Положения датчика

• Скольжение: используется для получения оптимального изображения
  • Продольное скольжение: датчик перемещается продольно вдоль короткой оси объекта (рис. 2-1).

 

Figure 2-1. Продольное скольжение датчика.

 

• Поперечное скольжение: датчик скользит поперечно вдоль короткой оси объекта (рис. 2-2).

 

Рисунок 2-2. Поперечное скольжение датчика.

 

• Наклон: незначительное смещение датчика по его продольной оси позволяет улучшить визуализацию изучаемого объекта.
  • Задача – достижение ультразвуковым пучком цели максимально перпендикулярно (Рис. 2-3), что усиливает интенсивность отражаемых волн и повышает вероятность получения более детализированного изображения. Изменение отражённых волн по мере наклона датчика называется «анизотропия».

 

Рисунок 2-3. Наклон датчика с целью улучшения визуализации.

 

• Ротация: движение под углом 90º от короткой к длинной оси сканируемой структуры (рис. 2-4).
  • Используется для сканирования нерва или сосуда в продольном срезе.

 

Рисунок 2-4. Ротация датчика.

 

• Компрессия: легкое давление на одну из сторон датчика (Рис. 2-5).
  • Полезно с целью направления УЗ-сигнала к структуре в плоскости, которая не перпендикулярна датчику. Латеральное давление должно быть минимальным так, чтобы датчик находился на поверхности кожи.
  • Если латерализованная компрессия не позволяет визуализировать зону исследования без поддержания полного контакта между кожей и датчиком, нужно использовать датчик меньшего размера и другой формы.

 

Рисунок 2-5. Сдавление части датчика с целью достижения максимальной визуализации.

 

Ультразвуковой контроль для выполнения блокад

Применение УЗ позволяет достичь визуализации иглы в режиме реального времени по мере его продвижения к нерву. Ультразвуковой пучок имеет толщину в 1 мм, поэтому для визуализации иглы и её движения к цели нужно обладать хорошими техническими способностями.

• Визуализации иглы
  • Если стержень иглы находится параллельно датчику, её можно будет визуализировать целиком.
  • Если стержень иглы находится под углом более 30º, то визуализации иглы будет субоптимальной.
  • Для максимальной визуализации иглы стержень иглы должен располагаться параллельно датчику или под углом, не превышающим 30º.

 

Рисунок 2-6. Отражение УЗ-пучка от структуры с выраженной способностью к ослаблению сигнала, под углом 90º и адекватной визуализации иглы (слева). Отражение ультразвукового пуча от структуры с выраженным ослаблением сигнала, под углом и плохой визуализацией иглы (справа).

 

• Плоскостной доступ
  • Стержень иглы находится параллельно ультразвуковому пучку, что позволяет визуализировать всю длину иглы по мере её продвижения. Часто визуализация иглы теряется. Если такое возникает, направление и угол иглы нужно изменить согласно направлению УЗ-пучка (рис. 2-7). Оптимально чтобы нерв визуализировался при изменении положения иглы.

 

Рисунок 2-7. Плоскостной доступ с адекватной (1) и плохой (2) ориентацией иглы.

 

КЛЮЧЕВОЙ АСПЕКТ

Плоскостной доступ является наиболее часто используемой техникой для выполнения блокад периферических нервов, поскольку позволяет визуализировать стержень и кончик иглы одновременно. Достижение визуализации иглы минимизирует потенциальное повреждение структур в непосредственной близости от блокируемого нерва, включая кровеносные сосуды и другие нервы.

• Внеплоскостной доступ
  • Игла находится перпендикулярно УЗ-пучку, который только позволяет визуализировать гиперэхогенную точку, которая может соотноситься с кончиком иглы или любым другим участком вдоль стержня иглы (рис. 2-37). Этот подход увеличивает вероятность травмы структур поблизости от нерва, потому что траектория движения иглы полностью не визуализируется.
  • Для того, чтобы избежать риска слишком глубокого введения иглы при использовании внеплоскостного доступа, нужно заранее измерить расстояние между кожей и зоной инъекции. Затем вводите иглу в ткани согласно измеренной длине, используя угол вкола 45° (рис. 2-38).

 

КЛЮЧЕВОЙ АСПЕКТ

При использовании внеплоскостного доступа нужно уделять особое внимание обнаружению гиперэхогенной точки, как только она появится в поле экрана и будет соответствовать кончику иглы. Незначительный наклон иглы позволит дифференцировать кончик иглы от её стержня. Если кончик иглы визуализируется, то при наклоне иглы точка исчезнет с экрана.